限制性核酸内切酶：
是一类能识别双链DNA分子特异性核酸序列的DNA水解酶。是体外剪切基因片段的重要工具，所以常常与核酸聚合酶、连接酶以及末端修饰酶等一起称为工具酶。
琼脂糖凝胶电泳：
是利用琼脂糖溶化再凝固后能形成带有一定孔隙的固体基质的特性，其密度取决于琼脂糖的浓度。在电场的作用下及中性pH的缓冲条件下带负电的核酸分子就可以向阳极迁移。琼脂糖凝的浓度影响给定大小的线状DNA的迁移率，因此采用不同浓度的凝胶可以分离不同大小范围的DNA片段。
EB：即3,8-二氨基-5-乙基-6-苯基菲锭溴盐, (Ethidium Bromide)。它能够插入DNA分子中的碱基对之间而与DNA结合。由于EB分子的插入，在紫外光的照射下，凝胶电泳中的DNA条带呈现出红色荧光，易于检测�？梢约觳�10ng 的DNA。
质粒 pCMV-Myc-T10 NEB 标准分子量片段(1kb DNA Ladder) EcoR1 和 Xho1 核酸内切酶（Takara） EcoR 1和 Xho 1酶解缓冲液(10×H buffer) 琼脂糖 TBE或TAE缓冲液(10×) 溴化乙啶染色液(10mg/ml) 上样液(6×)：0.25% 溴酚兰，40％(W/V)蔗糖 水溶液或30％的甘油。 电泳仪，电泳槽，紫外透射仪，凝胶成像仪，一次性塑料手套等 .
1) 质粒DNA的酶解（自提质粒pCMV-Myc-T10）
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质粒量(ng)
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缓冲液(μl)*
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EcoR1(μl)
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Xho1(μl)
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H2O (μl)
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总体积(μl)
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I
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200
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2
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0
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0
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17-19
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20
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II
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200
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2
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0.5
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0
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15-17
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20
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III
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200
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2
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0.5
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0.5
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14-16
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20
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* 缓冲液随不同的酶而不同,本实验用 H buffer。 置于37℃水浴酶解0.5-1小时。酶解完成后，分别加入10?l 3倍的上样缓冲液, 然后各取15?l进行电泳分析。
2) 琼脂糖凝胶的制备:
称取0.8g琼脂糖，置于三角瓶中，加入100ml TBE或TAE工作液，瓶口倒扣一个小烧杯等，将该三角瓶置于微波炉加直至琼脂溶解。
3）胶板的制备:
取有机玻璃内槽，洗净、晾干；取纸胶条(宽约1cm)，将有机玻璃内槽置于一水平位置模具上，放好梳子。 将冷却至65℃左右的琼脂糖凝胶液，小心地倒在有机玻璃内槽上，控制灌胶速度和量，使胶液缓慢地展开，直到在整个有机玻璃板表面形成均匀的胶层。室温下静置30min左右，待凝固完全后，轻轻拔出梳子，在胶板上即形成相互隔开的上样孔。制好胶后将铺胶的有机玻璃内槽放在含有0.5-1×TAE（Tris-乙酸） 或TBE（Tris-硼酸）工作液的电泳槽中使用。
4）加样:
用微量加样器将上述样品分别加入胶板的样品孔内。每加完一个样品，换一个加样头。加样时应防止碰坏样品孔周围的凝胶面以及穿透凝胶底部，本实验样品孔容量约15～20 ul。1 kb DNA ladder（共10条带）: 在第一个上样孔或最后一个上样孔内加入6ul 的 1 kb DNA ladder（50ng/ul ）。
5）电泳（带上手套操作）:
加完样后的凝胶板即可通电进行电泳；
建议在80～100V的电压下电泳；
当溴酚兰移动到距离胶板下沿约1cm处停止电泳；
将凝胶放入溴化乙啶（EB〕工作液（0.5ug/ml左右）中染色约20min。
为了获得电泳分离DNA片段的最大分辨率，电场强度不应高于5V/cm（两电极间的距离）。电泳温度视需要而定，对大分子的分离，以低温较好，也可在室温下进行。在琼脂糖凝胶浓度低于0.5%时，由于胶太稀，最好在4℃进行电泳以增加凝胶硬度。
6）观察与拍照:
在紫外灯(310nm波长)下观察染色后的凝胶。DNA存在处显示出红色的荧光条带。紫外光激发30s左右，肉眼可观察到清晰的条带。在紫外灯下观察时，应戴上防护眼镜或有机玻璃防护面罩，避免眼睛遭受强紫外光损伤。拍照电泳图谱时，可采用快速凝胶成象系统。
对于未进行酶切的质粒来说，�；岢鱿至教醯缬敬惶跏牵ㄋ沙冢┞菪粗柿NA带，另一条是超螺旋状质粒DNA的带，以超螺旋状质粒DNA居多，移动速度也最快。有时还会出现三条带，其中一条是因为有一些质粒DNA在提取过程中遭到损伤而线性化，其移动速度介于螺旋状和超螺旋状质粒DNA之间，所以该条电泳带也位于上述两种带之间。如果提取的质粒很好时，这条带会很弱，有时看不到。
本实验所用质粒pCMV-Myc-T10经EcoR1单酶切后应为5.7kb；用EcoR1和Xho1双酶切后应产生两条DNA片段，一条是3.8kb，另一条是1.9kb（如下图）。
